Efecto de la incorporación de janamargo (Vicia sativa L) e inoculación con Bacillus cereus sobre el rendimiento de trigo

RESUMEN
              El actual sistema de producción de trigo en México, sustentado en prácticas agrícolas intensivas y altos insumos, ha originado una drástica disminución de materia orgánica (MO) y fertilidad del suelo. Además, las altas dosis aplicadas de fertilizantes nitrogenados (FN) no han incrementado proporcionalmente los rendimientos de grano, debido en parte a la baja eficiencia de absorción radical del trigo de 25 a 33 %.
               El mayor porcentaje de FN que no es asimilado por la planta se pierde por lixiviación, evaporación y desnitrificación, elevando con ello costos de producción y contaminación ambiental. Por tanto, se busca una estrategia que pueda lograr un incremento en la utilización de N y reduzca sus pérdidas. Los objetivos de es te trabajo fueron recuperar la fertilidad del suelo, optimizar el uso de FN y la eficiencia de absorción radical del trigo, mediante la incorporación de abono verde (Av) y ácidos húmicos (AH) e inoculación con rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal (RPCV).
Para ello, en el suelo degradado: arcilloso, MO 1.5 %, nitrógeno (N) orgánico 39.0 kg/ha y pH 5.7 de Morelia, Mich., Mex., se cultivó la leguminosa Vicia sativa durante dos ciclos e incorporó como Av previo a la siembra de trigo de invierno, inoculado con la RPCV Bacillus cereus G6. Los AH fueron aplicados fraccionadamente antes de cada riego de auxilio.
                 El diseño experimental fue un bloque al azar con 24 tratamientos y cuatro repeticiones. La variable respuesta determinada fue rendimiento de grano. Los resultados hincan que el rendimiento del trigo con Av fue significativamente diferente  (sin Av, sin B. cereus y sin FN) y al del trigo considerado como control relativo con el 100 % de N-urea recomendado. Estos datos sugieren que el Av. enriqueció de MO al suelo, la cual se mineralizó a una velocidad concomitante a la demanda de N por el trigo, con tendencia progresiva a prescindir del FN. Con ello se inicia la recuperación del suelo y se reducen el costo de producción y contaminación ambiental. Palabras clave: Abono verde, absorción radical, fertilizante nitrogenado, mineralización, rendimiento de trigo y suelo degradado.

INTRODUCCIÓN

                      En México dentro de los granos básicos, el sistema de producción de trigo es uno de los más tecnificados de mayo rendimiento (Rodríguez, 1992) y dependencia (Hecht, 1997) de los insumos fertilizantes nitrogenados (FN) son los más costosos (Hera et al., 1994) y su consumo se ha incrementado tres veces en las últimas tres décadas (Nuñez-Esobar, 1996), pero no así el rendimiento de grano (Sánchez-Yáñez et al., 1997a ), cuya media nacional entre 4.0 a 5.0 t/ha, se ha mantenido estancada durante este mismo (SAGARPA, 2000; INEGI, 2000). Este incremento en la demanda y aplicación de FN se concentra en regiones específicas como son Valle del Mayo, Valle de Morelia, Bajío Guanajuatense (Peña-Cabriales y Grageda, 1997, Galván-Gutiérrez et al., 1998), de las entidades con mayor producción triguera: Sonora, Sinaloa, Baja California, Guanajuato y Michoacán (INEGI, 2001a), donde se practica una quema de residuos, sin conservación del suelo (Vera-Núñez, 1994) lo que origina drástica disminución en su contenido de materia orgánica (MO), de entre 2.0 a 2.2 % en 1975 bajó a entre 0.5ª 0.6 % en 1995 (Uvalle-Bueno et al., 1997) y la pérdida de la propiedades fisicoquímicas y biológicas que determinan la fertilidad del suelo (Requena, 2001; Wadman y Haan, 1997) y la falta de proporcionalidad del rendimiento de grano en respuesta a los altos niveles de FN se reporta que la cantidad de N derivado del FN que absorbe el cultivo es baja, entre el 25 y 33% (Xianfang et al., 1997).
                  La parte de N no absorbida por las subterráneas, eutrofización (Van Cleemput y Hera, 1996), la incorporación de leguminosas a la producción agrícola es una estrategia que restituye la productividad del suelo: i) protege a la erosión como cultivo de cobertura (Astier, 1995); ii) sus residuos foliares o radicales incrementan el contenido de MO del suelo mejoran la estructura, la estabilidad de agregados, la detención de agua y minerales (Requema et al., 2001); iii) la relación C:N de sus residuos, estimula la actividad microbiana (Follet y Porter, 1995); iv) es reserva de minerales vegetales que provee nitrógeno (N) (Etchevers et al., 1998); v) en consecuencia reduce la entrada de insumos agrícolas y costo de producción (Astier, 1995).
                     La veza o vicia (Vicia sativa), entre las especies leguminosas forrajeras, tiene potencial de desarrollo en regiones templadas y frías.
                     Conocida como janamargo en la Sierra Phurépecha, donde se emplea como cultivo de cobertura invernal, forrajero o abono verde (Av) después de la fructificación y se siembra con las lluvias tardías con humedad residual después de la cosecha de maíz (Etchevers et al., 1998). Como Av incorporado previo a la siembra de trigo, reportó mayor rendimiento y contenido de N en trigo superior en la floración que a la senescencia. Fox, et al., (1990) señalaron que la elevada concentración de N en el tejido de vicia y relación C:N para la mineralización de sus residuos Ebelhar et al., (1984) estimaron un aporte de N de vicia al cereal subsiguiente de 100 kg/ha; mientras Webber et al., (1976), citados por Etchevers et al., (1998) reportaron hasta 200 kg/ha Sánchez-Yáñez et al., (1998) Galván-Gutiérrez et al., (1999) mostraron que janamargo de 8 semanas de desarrollo incorporado como Av previo al cultivo de trigo, incrementó su rendimiento de grano igual al del trigo fertilizado con 160 kg/ha de N.
                Otra alternativa para estimular el crecimiento de planta y su rendimiento es la inoculación de semillas o suelo con bacterias aisladas y seleccionadas de la rizósfera de cultivos. Las rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal (RPCV) (Tran Van et al., 1996) pertenecen a los géneros Burkholderia, Pseudomonas, Azospirillum, Azotobacter y Bacillus (Gaskins et al., 1985).
Para la promoción del crecimiento vegetal por la inoculación bacteriana, señala mecanismos como la producción de fitohormonas (Brito-Álvarez et al., 1995; Lynch, 1990). Trabajo reciente a nivel de campo mostrado que la inoculación de semillas de trigo con B. cereus incrementó significativamente la absorción de N (Sánchez-Yáñez et al., 1998) y de N y P (Jiménez, 1997) a nivel reducido de urea e igualó el rendimiento del trigo una estrategia integral que combine el potencial de la V. sativa, de B. cereus para estableces un sistema de producción sostenible, de bajo insumo y compatible con el ambiente.

Los objetivos de este trabajo fueron; i) recuperar la fertilidad de suelo y ii) optimizar el uso y absorción radical del FN en trigo de riego.

MATERIAL Y METODOS

Sitio experimental. Se seleccionó un suelo degradado y compactado con un historial agrícola de 20 años de cultivo intensivo de gramíneas (maíz-trigo, maíz-cebada), de textura arcilloso con un contenido de MO 1.5% y N-orgánico pobres 39 kg/ha, pH 5.7; ubicado a los 19° 39´27´´ de latitud norte y 101° 19´ 59´ de longitud oeste, con temperatura media anual de 17.3°C y precipitación anual de 796.4 mm; en un terreno agrícola denominado "La Cajita" de la Tenencia Zapata del Mpio. de Morelia, Mich., Mex., sobre el km 5 de la carretera Morelia-Pátzcuaro, en el cual durante los ciclos de otoño de los años 1996 y 1997, se efectuaron la 1ª y 2ª incorporación del Av.
Siembra e incorporación de Vicia. Al término de la temporada de lluvias (principios de octubre) aprovechando la humedad residual y lluvias tardías, manualmente se sembró a chorrillo una variedad regional de V. sativa, leguminosa conocida en la región como janamargo, en surcos 10-15 cm de profundidad y 30 cm de separación, con una densidad de 120 kg/ha. Cuando la planta a 8 semanas (antes de la floración) de desarrollo y 25-30 cm de altura y el 80 al 100% de cobertura, se incorporó como Av por barbecho, con arado de ala de 20 cm de profundidad y tracción animal, 8 días antes de la siembra del trigo (Galván-Gutiérrez, et al., 1997).
Origen y producción del inoculante. La bacteria del género B. cereus G6 usado como inoculante la rizósfera de malezas (Paspalum) de la región. B. cereus se cultivó en caldo nutritivo a 30°C/ 24 h a 250 rpm de agitación. Luego se mezcló con turba estéril (121°C/2 h) a capacidad de campo y se dejo de madurar 15 días a 30°C. La densidad de B. cereus se determinó por cuenta viable en placa de agar nutritivo (Sánchez-Yáñez, et al., 1997a)
Semillas e inoculación del trigo. Se usó semilla de trigo de la variedad Pavón F-76, donada por el Centro Nacional de Investigación para Producción Sostenible (CENAPROS) del INIFAP de Mich., Méx. La semilla se cubrió con sacarosa al 10 % (120 ml/kg de semilla) que se usó como adherente y se mezcló con suficiente inoculante para mantener una densidad bacteriana de 104 UFC por grano de semilla, la noche previa a su siembra (Luna-Olvera y Sánchez-Yáñez., 1991).
Siembra, fertilización y prácticas culturales del trigo. Una semana después de la 23 incorporación de Av se sembró el trigo a chorrillo, con una densidad de 160 kg/ha. Como referencia a la fertilización convencional, se incluyeron tratamientos con tres niveles de N: O, 80 Y 160 kg/ha y de P: 0,30 Y 60 kg/ha, separados o mixtos, que equivalen respectivamente a 0,50 Y 100 % de la dosis recomendada en la región (INIFAP-Mich.).
La fuente de N fue urea y de P fue superfosfato, ambos sólidos. Los ácidos húmicos (AH) se aplicaron en solución en un solo nivel, es decir, 36 L/ha, que corresponden a 3 veces la dosis máxima (12 L/ha) recomendada para suelos pobres. Tanto los fertilizantes como los AH se aplicaron en una línea banda a 10 cm de la planta y fraccionadamente: 1/3 en la etapa DC31 (amacollamiento), 1/3 en la etapa DC65 (floración) y 1/3 en la etapa De70 (llenado de grano) de la escala Zadok (Bell & Fischer, 1994) del desarrollo fisiológico del trigo. El surcado, la siembra, la fertilización y el desyerbe se practicaron manualmente. Se efectuaron cuatro riegos, el primero después de la siembra y tres riegos de auxilio, uno después de cada fertilización (Galván-Gutiérrez et al., 1997).
Diseño experimental y análisis estadístico. El diseño experimental fue un bloques al azar, con 24 tratamientos, cuatro repeticiones, unidades experimentales de 6 m2 y cinco variables, Vicia (Av2), B. cereus 06, N-urea, P-fosfato y AH (Cuadro 1). Los datos obtenidos se sometieron a análisis de varianza (ANOV A) y la diferencia de medias se calculó por la prueba de Tukey (P<0 .05="" p=""> Variable-respuesta. La única variable respuesta que se determinó fue el rendimiento de grano de trigo, en la etapa DC 86 que corresponde a la madurez fisiológica del trigo (Bell y Fischer, 1994).

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Efecto del N fertilizante.  La respuesta del trigo a los diferentes niveles de N siguió una curva no lineal (Arroyo, 1998; Uvalle-Bueno et al, 1997; Boaretto et al, 1994; FAO, 1985), con mayor pendiente en el rango O a 80 kgN/ha que en el de 80 a 160 kgN/ha; lo que sugiere que el trigo respondió mejor en el primer rango debido a que el N fue un factor limitante, en tanto que la falta de una respuesta significativa en el rango superior indica que, además del N, existen otros factores que limitan la absorción del N por el sistema radical del trigo (Van Clemput y Hera, 1996; Bullock, 1992). Más aun, el bajo rendimiento (0.86 t/ha) de grano del trigo control absoluto, sugiere un pobre contenido de N residual en el suelo (Uvalle-Bueno, 1997) e indica el estado de degradación y pérdida de las propiedades que determinan la calidad y fertilidad del suelo, como son estructura, agregación, MO, disponibilidad de nutrientes y actividad microbiana (Requena et al., 2001; Karlen et al., 1994; Skujins y Allen, 1986).
Efecto de abono verde. Estos resultados indican que el beneficio de la leguminosa como Av sobre el rendimiento del trigo fue equivalente a una aplicación de 209 kg N/ha, calculado con la técnica de Stickler et al., (1959), que consiste en comparar el rendimiento del trigo fertilizado con dosis creciente de N. Esta aportación supero la reportada 108 a 150 kg por Trinidad (1978) quien incorporó la Vicia villosa L al suelo como Av en floración con 6 meses de desarrollo fenológico y la determinada 132 a 169 kgN/ha por Peregrina (1965) quien incorporó V. villosa a los 9 meses de desarrollo y un mes antes de la siembra del cereal. La figura 2 también muestra que cuando el trigo crecido en Av fue además fertilizado con 80 y 160 kg/ha de N se alcanzo el mejor rendimiento: 3.3 y 3.6 t/ha respectivamente lo que indica interacción complementaria (Karlen et al., 1994), consecuencia del efecto mejorador de la calidad del suelo del Av (Juma et al., 1993). Botero (1968) encontró mejor rendimiento del trigo fertilizado con Av de alfalfa que con urea, pero cuando aplicó al suelo urea y Av en forma mixta, hubo un efecto adverso que atribuyo a un exceso de N en la solución del suelo. Nuestros resultados sugieren que las dos incorporaciones subsecuentes de leguminosas acumularon residuo vegetal que contribuyeron a resurtir el reservorio orgánico del suelo (Peoples y Herridge, 1990), su mineralización aportó N, P y otros nutrientes que cubrieron las necesidades del trigo.
                  El rendimiento de trigo tratado con Av o con la combinación de mayor nivel de N 160 kg/ha y P 60 kg/ha mostró diferencia respecto al rendimiento del trigo control absoluto, pero no el rendimiento del trigo tratado con niveles y combinaciones de N y P, el mayor rendimiento se alcanzó cuanto el trigo se cultivó en suelo con una doble incorporación de Av. Esto indica que la mineralización de la materia orgánica derivada del Av aportó no sólo N, sino también P y otros nutrientes (Follet y Porter, 1995) en forma balanceada con la demanda de la planta de trigo (Van Cleemput y Hera, 1996).
                 La 1ª incorporación de A v incrementó 121% de 1.9 t/ha el rendimiento en relación al rendimiento del trigo testigo igualó el rendimiento 1.71 t/ha del trigo fertilizado con 160 kg/ha de N.
La 2ª incorporación de Av superó 225% con 2.80 t/ha el rendimiento del trigo testigo e incrementó significativamente a un nivel de fertilización de 80 kg N/ha. Este rendimiento fue igual al obtenido por el trigo no inoculado con un nivel de fertilización de 160 kg N/ha. Esto significa que la inoculación con B. cereus fue con B. cereus equivalente a 80 kg N/ha mejor cuando el B. cereus se inoculó a trigo crecido en suelo con Av no mostró efecto sobre el rendimiento.                 Estos resultados indican que la inoculación con B. cereus fue mejor a niveles moderados de FN y N como factor limitante es una condición necesaria que permite un crecimiento vegetal en repuesta a la inoculación de RPCV. De acuerdo con varios reportes (Valdivia, 2000) las rizobacterias con capaces de transformar exudados radicales en fitohormonas que promueven la absorción radical de N debido a un mayor volumen de suelo explorado por las raíces Sánchez-Yáñez (1994); Rennie et al., (1993) que usaron algunas especies de Bacillus confirmado así en campo (Sánchez-Yáñez et al., 1998) específicamente aislados de B. cereus mejoraron la absorción radical de N por trigo a nivel moderado de fertilizante es una variación de los factores ambientales la disponibilidad de nutrientes influye el crecimiento y la actividad de las poblaciones bacterianas de la rizósfera (Van Veeny Heijnen, 1994). De acuerdo con esto el mejoramiento del suelo con los residuos de la leguminosa alteró las condiciones de crecimiento del B. cereus inoculado.Efecto de los ácidos húmicos. El rendimiento de trigo tratado con AH no registró diferencias significativas respecto al trigo control, en contraste con el trigo tratado con Av y con reportes que atribuyen un efecto promotor del crecimiento del trigo como respuesta a la aplicación de AH (De Freityas et al., 1982; Sánchez-Yánez, 1994) o un efecto mejorador del suelo (Narro, 1993).
Estos resultados indican que, en las condiciones experimentales desarrolladas, los AH no contribuyeron a incrementar la disponibilidad o absorción de N por el trigo, ni tuvieron un impacto sobre las propiedades fisicoquímicas y biológicas del suelo, pese haber usado tres veces la dosis máxima recomendada para suelos pobres, lo que refleja el avanzado nivel de deterioro del suelo e induce a pensar en otras alternativas para lograr su recuperación.

CONCLUSIONES

                       Estos resultados muestran que la inoculación del B. cereus asociada a niveles moderados de fertilización nitrogenada, tiene potencial benéfico para el cultivo de trigo y puede incrementar significativamente el rendimiento de grano ahorrando fertilizantes químicos. Los AH, en las condiciones experimentales de campo, no tuvieron efecto sobre el rendimiento de grano de trigo ni sobre las propiedades fisicoquímicas y biológicas del suelo.
                      La estrategia de incorporar la leguminosa V. sativa como Av en el sistema de producción de trigo parece ser la más conveniente. Las dos incorporaciones subsecuentes de Av modificaron positivamente las propiedades relacionadas con la calidad y fertilidad del suelo. El Av mejoró la estructura, la formación de agregados y la facilidad de laboreo del suelo.
                        El Av enriqueció el contenido de MO y la actividad microbiana del suelo y con ello mejoró la retención y disponibilidad de nutrientes. La mineralización del Av se realiza a una velocidad sincrónica y en balance con la demanda de nutrientes por el cultivo de trigo subsecuente.
Los residuos de Av persisten en el suelo, esto incrementó el rendimiento de grano de trigo en proporción al número de incorporaciones, con una tendencia a prescindir de fertilizantes químicos y en consecuencia reducir insumos, costos de producción y riesgos de contaminación ambiental.

Agradecimientos

Agradecemos a la CJC de la Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo por el financiamiento parcial de esta investigación con el proyecto 2.7 (2005-2006), así como a la Agencia Internacional de Energía Atómica (AIEA) con el Contracto No. 311-D-I-Mex-7944 por el apoyo logístico y financiero parcial.

BIBLIOGRAFIA
1. Alexander, M. 1980. Introducción a la microbiología del suelo. 2a Ed. AGT Editor, S.A. México, D.F.
2. Altieri, M.A. 1997. Agroecología; Bases científicas para una agricultura sustentable. CLADES, ACAO. La Habana, Cuba, pp:131-163.
3. Brito-Álvarez, M.A. de B., S. Gagné y H. Antoun. 1995. Effect of compost on rhizosphere microflora of the tomato and on the incidence of plant growth-promoting rhizobacteria. Appl. Environ. Microbiol. 61: 194-199.
4. Arroyo, V. 1998. Algunas consideraciones sobre la contaminación de suelos agrícolas y su modelación. Rev. Ing. Civil. UMSNH. Vol. 1.4:15-19.
5. Astier, M. 1996. Hacia una agricultura ecológica en México: El problema de la transición para el productor campesino. En: Pérez-Moreno J. y R. Ferrera Cerrato. Nuevos Horizontes en Agricultura: Agroecología y Desarrollo Sustentable. Colegio de Posgraduados. Montecillo, Edo. Méx., Méx.
6. Astier, M. 1995. Fertilización orgánica en una agricultura de conversión. Grupo interdisciplinario de tecnología rural apropiada, A.C. (GIRA). Pátzcuaro, Mich., Méx.
7. Bell, M.A. & R.A. Fischer. 1994. Guide to plant and crop sampling: Measurements and observations for agronomic and physiological research in small grain cereals. Wheat special report No. 32. CIMMYT. Méx.
8. Bullock, D.G. 1992. Crop rotation. Crit. Rev. Plant Sci. 11:309-326.
9. Cepuder, P. & M. Tuller. 1996. Simple field testing sites to determine the extent of nitrogen leaching from agricultural areas. En: Ahmad, N (ed.). Nitrogen Economy in Tropical Soils. KIuwer Academic Publishers. Netherlands. pp:355-361.
10. Christiansen-Winiger, C., A.F. Groneman & J.A. va n Veen. 1992. Asociative N2 fixation and root exudation of organic acids from wheat cultivars of different aluminium tolerance. Plant and Soil. 139:167-175.
11. Del Canto S., P. 1998. Sistema medicago-granos, una propuesta de agricultura sustentable. En: Astier, M. & E. Pérez (eds). Rotaciones y Asociaciones de cultivos en sistemas de maíz en zonas templadas. Memoria del Taller Nacional, 29-30 de abril, Pátzcuaro, Mich., Méx. México, D.F. CIMMYT, GIRA, SAED, CESE. pp. 11-14.
12. Ebelhar, S.A., W.W. Frye & R.L. Blevins. 1984. Nitrogen from legume cover crops for notillage come. Agron. J. 76:51-55.
13. Fox, R.H., R.J.K. Niyers & L. Vallis. 1990. The nitrogen mineralization rate of legume residues in soil as influenced by their polifenol, lignin and nitrogen contents. Plants and Soil. 129:251-259.
14. Galván-Gutiérrez, D., J.M. Sánchez-Yáñez & B.L. Gómez, L. 1997. Recuperación de un suelo deteriorado con abono verde y efecto de bioinocu1antes en trigo de invierno. En: Memorias del III Simposio Internacional sobre Agricultura Sostenible. Guadalajara, Jal., Méx. pp 389-394.
15. Galván-Gutiérrez, D., J.M. Sánchez-Yáñez.; J.J..Peña-Cabriales y R. Gómez-Aguilar. 1998. Asociación de granos con Vicia sativa en el valle de Morelia. Memoria del Taller Nacional: Rotaciones y Asociaciones de Cultivos en Sistemas de Maíz en Zonas Templadas. CIMMYT, GIRA, SAED, CESE. Pátzcuaro, Mich., Méx, pp 15-20.
16. Galván-Gutiérrez, D., J.M. Sánchez-Yáñez., J.J. Peña-Cabriales y R. Gómez-Aguilar. 1999. Efecto de labranza de conservación, abono verde e inoculantes sobre el rendimiento de trigo en suelo deteriorado. En: Memorias del IV Simposio Internacional sobre Agricultura Sostenible. Morelia, Mich., Méx. pp: 215-222.
17. INEGI. 2001a. El Sector Alimentario en México. Estadística 2001. pp 21-83.
18. Karlen, D.L., G.E. Varvel., D.G. Bullock & R.M. Cruse. 1994. Crop rotations for the 21st century. Advances in Agronomy. Academic Press, Inc. 53:01-45
19. Kuo, S., Sainju U.M., and Jellum E.J. 1997. Winter cover crop effects on soil organic carbon and carbohydrate in soil. Soil Sci. Am. J. 61: 145-152.
20. Luna-Olvera, H.A. y J.M. Sánchez- y áñez. 1991. Manual de Microbiología del Suelo. Facultad de Ciencias Biológicas, UANL. Monterrey, N.L., Méx.
21. Omar, N., T. Heulin., P. Weinhard., M.N. Alaa-el-Din & J. Balandreau. 1989. Field inocu1ation of rice with in vitro selected plant growth promoting rhizobacteria. Agronomie. 9:803-808.
22. Peña-Cabriales, J.J. & O.A. Grageda-Cabrera. 1997. Dinámica del nitrógeno en el
eco sistema agrícola. En: Perspectivas de la Microbiología en México. Ruiz-Herrera, J (ed.). IPN. México, D.F. pp. 345-366.
23. Peoples, M.B. & D.F. Herridge. 1990. Nitrogen fixation by legumes in tropical and subtropical agriculture. Advances in agronomy. 44: 155-223.
24. Requena, N., E. Pérez-Solís., C. Azcón-Aguilar., P. Jeffries & J.M. Barea. 2001. Management of indigenous plant-microbe symbioses aids restoration of desertified ecosystems. Appl. Envirom. Microbiol. 67:495-498.
25. Robinson, C.A., R.M. Cruse & K.A. Kohler. 1994. Soil management. In: Hatfield, J.L. & D.L. Karlen (eds.). Sustainable Agricultural Systems. Lewis Publ., CRC Press. Boca Raton, Florida. pp. 109-134.
26. Rodríguez V., J. 1992. Importancia del trigo en la producción de alimentos en México. Memoria: I Conferencia Nacional sobre la Producción de Trigo. SARH, INIFAP, CIFAP-SON. Cd. Obregón, Son., Méx. pp 9-34.
27. Sánchez-Yáñez, J.M., G. Caracheo-Vargas; D. Galván-Gutiérrez & B.L. Gómez- ~ Lucatero.1997a. Efecto de rizobacterias y ácido s húmicos sobre la producción de trigo (Triticum aestivum L) de temporal. Ciencia Nicolaíta. 16:69-86.
28. Sánchez-Yáñez, J.M., M. Nava-Mendoza., G. Caracheo-Vargas., M. Cortés-Rojo., V. García-Valladares., B.L. Gómez-Lucatero y B. Valdivia-Urdiales. 1997b. Weed as a source of beneficial bacteria for spring or winter wheat. En: Abstracts, Colloque Rhizosphere Aix'97, Aix in Provence, France. p. 76.
29. Sánchez- Yáñez J.M., G. Caracheo- Vargas., M. Cortés-Rojo., M. Nava-Mendoza; D. Galván-Gutiérrez & B. Valdivia-Urdiales.1998. Effect of bacteria and humic acids on the yield of wheat under irrigation. IIQB-UMSNH. Final report, Research contract No. 311- D-I-Mex-7944. International Atomic Energy Agency. FAO, Vienna.
30. Schmidt, W.A., S.A. Omay & P. Martin. 1993. Indolacetic acid production by the rhizosphere bacterium Azospirillum brasilense Cd under in vitro conditions. Can. J. Microbiol. 39:187-192.
31. Shipitalo, M.J., W.M. Edwards & L.B. Owens. 1997. Herbicide losses in runoff from conservation-tilled watersheds in a com-soybean rotation. Soil Sci. Soc. Am. J. 61:267-272.
32. Tran Van, V., P. Mavingui., O. Berge., J. Balandreau & T. Heulin. 1996. Burkholderia vietnamiensis, a new nitrogen-fixing species associated with rice roots, isolated from an acid sulphate soil in Vietnam: plant-growth-promoting effects on rice. In: Rahman, M. (ed). Biological nitrogen fixation Associated with rice production. Kluwer Academic Publishers. Great Britain. pp: 181-190.
33. Trinidad S., A. 1978. An evaluation of the nitrogen production potential of hairy vetch (Vicia vil/osa L.) and Crimson clover (Trifolium incarnatum L.) in mulch-planted corn Ph. D. Thesis, North Carolina State University, Raleigh, N.C., U.S.A.
34. Urquiaga, S. & J. Dobereiner. 1991. Fijación biológica de nitrógeno asociada con gramíneas forrajeras, cereales y caña de azúcar. En: Olivares, J. & J.M. Barea. Fijación y movilización biológica de nutrientes. Consejo Superior de Investigaciones Científicas. Madrid. Vol. II: 71-89.
35. Uvalle-Bueno, J.X., J.L Ortiz-Monasterio & R. Osorio-Alatorre. 1997. Studies on N-use efficiency by irrigated wheat, using 15N labeled fertilizers. CIRNO-CIMMYT MEX. Progress report Research contract N° 8091/RB. 3rd. Research Coordination Meeting of the F AO/IAEA. Vienna.
36. Valdivia, U. B.A. 2000. Efecto de la coinoculación Pseudomonas putida/Glomus spp sobre la absorción de nitrógeno y fósforo en trigo (Triticum aestivum L.) cultivado en suelo calcáreo. Tesis Doctoral. UAAAN. Saltillo, Coah. Méx.
37. Van Cleemput, O. & Ch. Hera. 1996. Fertilizer nitrogen use and efficiency in different cropping systems. Terra 14:40-58.
38. Van Veen, J.A. & C.E. Heijnen. 1994. The fate and activity of microorganism introduced into soil. 15 th World Congress of Soil Science. Acapulco, Méx. Vol. 1:47-64.
39. Vera-Núñez, J.A. 1994. Efecto de la fumigación del suelo sobre el aprovechamiento del nitrógeno por el cultivo de trigo (Triticum aestivum L.) en el Bajío Guanajuatense. Esc. Agron. Y Zoot. Ex Hacienda ''El Copal". Tesis de Maestría en Ciencias. Universidad de Guanajuato.
40. Wadman, W.P. & S. Haan. 1997. Descomposition of organic matter from 36 soils in a longterm pot experiment. Plant and Soil. 189:289-301.
41. Wander, M.M., S.J. Traina., D.R. Stinner & S.E. Peters. 1994. Organic and conventional management effects on biologically active soil organic matter pools. Soil Sci.Soc. Am. J. 58: 1130
1139.
42. Warren, A.; Y.C. Sud & B. Rozanov. 1996. The future of deserts. 1. Arid. Environ. 32:75-89.
43. Xianfang, W., P. Xiarong,. Ch. Qing., Z. Xingyun., G. Zhanfeng., Ch. Liang & X. Xiiaorong. 1997. Nuclear techniques to increase wheat production and decrease nitrogen 1oss from ammonium bicarbonate. IAAE-Chinese Aeademy of Agricultural Science. Progress Report. Research Contract N° CRP 7970/RB. IAEA.
44. Zhang H., Hartge K.H., and Ringe H. 1997. Effectiveness of organic matter incorporation in reducing soil compactibility. Soil. Sci. Am. J. 61:239-245.

Galván-Gutiérrez, D1
Gómez-Aguilar, R2.,
Peña-Cabriales, J.J3
Sánchez-Yáñez, J.M4*
1Facultad de Agrobiología UMSNH, Lázaro Cárdenas y Berlín, Uruapan, Mich., Mex
Facultad de Agronomía. Universidad Autónoma de Nayarit, Tepic, Nay. Mex CINVESTAV-IPN3,
Apto. Postal 629, Irapuato, Gto., Méx.
4*Microbiología Ambiental.
*autor correspondiente
Instituto de Investigaciones Químico-Biológicas. Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. Edificio B-1, Cd. Universitaria, Morelia 58030, Mich., México.

Leer más: http://www.monografias.com/trabajos33/janamargo-trigo/janamargo-trigo.shtml#ixzz3GAfzkRkC

Asociación Rhizobium-Leguminosas para fijar Nitrógeno. Ventajas

Resumen:
            La producción agrícola basada en leguminosas es fundamental para la alimentación humana, especialmente si es en equilibrio con el ambiente. Por ello la interacción natural de estas plantas con una bacteria del suelo a nivel de la raíz, es ecológicamente importante, como medida para evitar el uso excesivo de fertilizantes nitrogenados que deterioran el suelo y contaminan el ambiente.
            El objetivo de esta revisión es analizar brevemente parte de la información sobre el potencial de la bacteria del género Rhizobium para fijar N2, en simbiosis con leguminosas, para emplearse en la producción sustentable de esta planta.
          Esta bacteria del suelo pertenece a la familia Rhizobiacea con tres géneros Rhizobium, Bradyrhizobuim y Azorhizobium, clasificados según su capacidad para nodular leguminosa, divididas en tres subfamilias Caesalpinoidea, Mimosoidea y la Papilionoidea en cada una el patrón de la nodulación es diferente. La fijación biológica del N2, solo se observa cuando la bacteria reconoce a su hospedero, lo infecta a través de los pelos radicales para que en la matriz de las células corticales induzca una meiosis y mitosis acelerada que da lugar a un tejido hipetrofiado: El nódulo en el sistema radical de la leguminosa para entonces Rhizobium ha perdido su pared celular y se ha transformado en un bacteroide, mientras que por la enzima llamada nitrogenasa fija el N2 y lo convierte en amonio, que luego transfiere al ribosoma vegetal para la síntesis de proteínas vegetales; simultáneamente por la fotosíntesis la leguminosa reduce el C02 en carbohidratos que servirán como fuente de carbono y energía para Rhizobium, y con ella al aumentar la reserva de la glucosa mantenerlo activo en el nódulo hasta cubrir las necesidades de N de la planta. Por tanto el uso de inoculantes a base de Rhizobium que reducen la aplicación de fertilizantes químicos al suelo; incrementan el contenido de N en el cultivo vegetal, su peso seco y mantienen el rendimiento en las leguminosas, lo que en consecuencia al bajar su costo de producción y la contaminación de mantos acuíferos y suelos, es vital para una agricultura sustentable.
 Palabras clave: leguminosas, nódulos, fijación biológica del nitrógeno, inoculante. I. Introducción y

Antecedentes:
Las leguminosas en México forman parte fundamental de la dieta de sus habitantes, a pesar de que un alto por ciento de los suelos mexicanos son pobres en nutrientes esenciales (Coronado et al., 1995), como el nitrógeno (N), necesario para la síntesis de proteínas y clorofila, por ello se requiere aplicar fertilizante nitrogenado. En general la reserva de N en la naturaleza como N2 es del 70%, aunque las plantas solo lo absorben y asimilan como amonio y/o nitratos, de ahí la necesidad de usar esta clase fertilizantes químicos (Alexander, 1980), los que aplicados irracionalmente, tienen un elevado costo, una acción desgastadora del suelo y contaminan el ambiente. Lo anterior obliga a buscar alternativas de solución que reduzcan su uso, pero que mantengan el rendimiento del cultivo vegetal. Se considera que la fijación biológica del nitrógeno (FBN) es una de las alternativas mas viables para recuperar N en el ecosistema (Kimball, 1980), se ha estimado que 175 millones de toneladas/año se fijan biológicamente, del cual el 70% va al suelo (Burity et al., 1989) y de éste, el 50% proviene de asociaciones nodulares como las causadas por Rhizobium (Carrera et al., 2004; Long, 1989). La FBN es una ventaja para las leguminosas ya que pueden tomar nitrógeno del aire a través de la simbiosis con Rhizobium (Luna y Sánchez-Yáñez, 1991; Sanaratne et al., 1987). Esta es una manera de reducir la cantidad del N derivado de fertilizantes al incrementar la proporción de N2 fijado vía Rhizobium. Por eso se asegura el máximo beneficio de la asociación mediante el establecimiento de una bacteria que reúna cualidades de competencia y efectividad para fijar N2 en las raíces de la leguminosa.
            En los suelos agrícolas la asociación Rhizobium-leguminosa es la más importante fuente de N, pues se ha reportado que en las leguminosas noduladas, bajo determinadas condiciones ambientales (suelos pobres en este elemento), pueden fijar hasta los 100 kg N2/Ha/año (FAO, 1995). Este mecanismo provee la demanda del N para satisfacer las necesidades nutricionales más importantes de la planta.
            El propósito de está revisión es proporcionar información esencial sobre la asociación Rhizobium-leguminosa y su potencial como inoculante en producción agrícola, en un marco del uso razonable de los recursos naturales sin daño ambiental.

 Fijación biológica del nitrógeno.
            La FBN es un proceso exclusivo de algunos procariotes para usar el N2 del aire y reducirlo a amoniaco con la enzima nitrogenasa, (Kimball, 1980) para la síntesis de proteínas. De acuerdo con el mecanismo bioquímico para obtener la energía que les permita fijar el N2 existen bacterias fotoautotróficas, quimiolitotroficas y heterotroficas de vida libre e el suelo, asociados o en simbiosis en las hojas y/o raíces de plantas. El ejemplo más conocido e investigado incluso a nivel molecular (Vanderleyden y Pieternel, 1995), es la relación entre las leguminosas y Rhizobium. Aunque los dos simbiotes pueden supervivir independientemente, solo cuando la bacteria coexiste íntimamente con la leguminosa se da la fijación del N2 (Sandowsky et al., 1995).
            Potencial de la asociación rhizobium-leguminosa Bajo condiciones favorables: leguminosas como haba y chícharo pueden utilizar el 80-90% de sus requerimientos de nitrógeno a través de la fijación simbiótica, mientras que la soya obtiene del 40 al 60% (Sánchez-Yáñez, 1997). En experimentos realizados con R leguminosarum en haba, lenteja y soya se incrementó significativamente la nodulación, el peso seco de las leguminosas, su contenido en nitrógeno y su rendimiento (Carrera et al., 2004).
Los simbiotes:
 La bacteria Rhizobium es un bacilo corto algunas veces pleomorfico, Gram negativo, aerobio, no forma espora, móvil por flagelos perítricos o un solo flagelo lateral (FAO, 1995). Pertenece a la familia Rhizobiacea, este es un género heterótrofo, común en el suelo, su temperatura óptima de crecimiento en condiciones artificiales es de 25oC y su tolerancia al pH entra de 5 a 8. La base para su clasificación es su capacidad para nodular con leguminosas específicas como la presenta en la tabla 1 (Kimball, 1980). El nódulo es una hipertrofia de la raíz, un organo especializado donde se realiza la fijación del N2 (Sanaratne et al., 1987). Existen tres géneros de esta familia: Rhizobium, Bradyrhizobium (Badar y Moawad, 1991) y Azospirillum (Burity et al., 1989) de clara diversidad genética entre sí, por ello es bien conocido que los tres géneros están lejanamente relacionados (Vanderleyden y Pieternel, 1995).
             Las leguminosas son angiospermas del phyllum Rosaseae y se clasifican en las subfamilias: Mimosoidea, Caesalpinoidea y Papilionoidea (Long, 1989), esta es una familia diversificada que incluye árboles, arbustos, plantas herbáceas y cultivadas para el consumo humano, la ganadería y la industrial (maderas, aceites), etc. Otras especies no cultivadas son importantes en la naturaleza, pero solo 20 especies de la familia Papilionoideae son de consumo humano. En las familias existen géneros que forman nódulos, pero el porcentaje de nodulación es diferente y dependiente de sus características genéticas, ya que el genotipo de la planta en las raíces, restringen la nodulación (Thies et al., 1992).

Simbiosis rhizobium-leguminosa
            El establecimiento de la simbiosis para atrapar el N2 entre Rhizobium y la leguminosa es un proceso complejo, donde la formación de nódulos la captación del N2 se da en etapas sucesivas. Rhizobium induce en la leguminosa el desarrollo de nódulos en su raíz, los dos organismos establecen una cooperación metabólica, las bacterias reducen N2 a amonio (NH4), el cual exportan al tejido vegetal para su asimilación en proteínas y otros compuestos nitrogenados complejos, las hojas reducen el C02 en azúcares durante la fotosíntesis y lo transportan a la raíz donde los bacteroides de Rhizobium lo usan como fuente de energía para proveer ATP al proceso de inmovilizar N2.
             La asociación se inicia con el proceso de infección, cuando las bacterias son estimuladas por los exudados radicales y proliferan lo que induce un alargamiento y curveado de los pelos radicales y posterior formación de una estructura tubular llamada cordón de infección (Long, 1989). Este se desarrolla en el interior del punto de adhesión a la bacteria y forma un canal en en interior del pelo. Rhizobium es conducido a través del cordón hasta la base del pelo (Burity et al., 1989). El cordón de infección atraviesa la pared de la célula cortical adyacente, ahí al perder la pared celular, se establece Rhizobium; después se engloba por la membrana plasmática del hospedero, lo que resulta en la formación del nódulo. Las bacterias y las células de la corteza radical se diferencian y comienza la fijación simbiótica del N2 y el intercambio metabólico fijado el N2, se transporta rápidamente del nódulo al resto de la planta. La reducción de N2 molecular a amonio, se lleva a cabo por la nitrogenas, que requiere ATP y de la leghemoglobina, una proteína globular cuya función es atrapar el oxígeno para facilitar el trabajo de la nitrogenasa, además de transferir 02 y estimular la oxidación de la reserva del carbono, cubrir el alto gasto de energía que Rhizobium requiere para incorporar el N2. La leghemoglobina es codificada por un gen de la leguminosa, esta proteína se localiza en el nódulo fuera de la bacteria y es distinta para cada tipo de Rhizobium como se ilustra en la figura.

Inoculación
             A pesar de que Rhizobium es un habitante común en los suelos agrícolas, frecuentemente su población es insuficiente para alcanzar una relación benéfica con la leguminosa, o bien cuando los rhizobios nativos no fijan cantidades suficientes de N2 para las leguminosas es necesario inocular la semilla a la siembra y asegurar la fijación biológica del N2. La utilización de un Rhizobium infectivo (capacidad de nodular) y efectivo (eficiencia para la fijación del N2) en la leguminosa, implica determinar la necesidad de inoculación. Para ello se corrobora la existencia del tipo de Rhizobium nativo en el suelo, su eficiencia para fijar N2, la concentración de N del suelo y si la leguminosa elegida se siembra con frecuencia en la región para mantener su rendimiento. Lo ideal es seleccionar un Rhizobium altamente infectivo y efectivo para lograr una disminución máxima del fertilizante nitrogenado sin decremento en el rendimiento de la leguminosa.
             En general, la inoculación se puede recomendar para una zona agrícola que se sembrará con una nueva especie de leguminosa. Para controlar la calidad de un inoculante de una leguminosa específica, es necesario mantener un número de Rhizobium de aproximadamente 106 bacterias/g de inoculante (FAO, 1995) y determinar si es específico para la leguminosa a prueba. Así, un producto microbiano o inoculante, debe por lo menos mantener la productividad de un cultivo agrícola con menos dosis de fertilizante nitrogenado y con ello un ahorro en el costo de producción, minimizar la contaminación de aguas superficiales y mantos acuíferos y por supuesto la conservación del suelo, en un esquema de producción sustentable. Existen varios tipos de inoculantes, pero el más común es un soporte a base de turba impregnada con un cultivo bacteriano. A pesar de que desde 1880 los inoculantes han sido comercializados, como un producto biológico requiere de un riguroso control de calidad de tipo microbiológico que garantice el éxito esperado con la leguminosa seleccionada. Ya que un manejo inadecuado en su producción y aplicacón , debido a una deficiente preparación a nivel de laboratorio, manejo, almacenamiento, comercialización y aplicación del inoculante por parte de los fabricantes, comerciantes y agricultores y una incompatibilidad del tipo de Rhizobium comercial y la leguminosa seleccionada trae en consecuencia una baja efectividad al aplicarse en la leguminosa(Sánchez-Yáñez, 1997).
           Para mejorar el rendimiento de soya y otras leguminosas, ha sido necesario seleccionar un nativo altamente infectivo y efectivo y ademas agregar pequeñas cantidades de fertilizante nitrogenado, aproximadamente 20 kg N/Ha, lo cual estimula la nodulación, para alcanzar hasta un 70-75% de nitrógeno fijado proveniente de la atmósfera (Thies et al., 1992); este fenómeno depende de la interacción entre los genotipos del hospedero y el tipo de Rhizobium, mientras que con altas concentraciones de fertilizante nitrogenado, se inhiben la fijación simbiótica del nitrógeno.        Condiciones adversas para la infección y la actividad bacteriana, como concentraciones elevadas de N, metales pesados y antagonismo microbiano nativo del suelo no de se pretende aplicar.

Conclusión
             La capacidad fijadora de N2 de Rhizobium en asociación con las leguminosas es importante en los sistemas agrícolas de producción y especialmente en la rotación de cultivos, por lo cual es conveniente favorecer su aplicación generalizada, ya que la inoculación es una opción natural, que no contamina el ambiente y favorece la conservación del suelo. Por tanto el manejo adecuado de la tecnología de inoculantes a base de Rhizobium puede, por lo menos asegurar el rendimiento de las leguminosas de manera ecológica.

Bibliografía
Alexander M. 1980. Introducción a la Microbiología del suelo. John Wiley Sons. New York. pp: 136-150.
Alonso A.M., J. .M. Sánchez-Yáñez y R. Farías R. 1997. Selección de Rhizobium spp nativo para janamargo (Vicia sp L). V Simposio la Investigación y el Desarrollo Tecnológico en Michoacán. UMSNH, CONACYT, INIFAP, SAGAR. (memorias).
Badar El Din & Moawad H. 1991. Enhancement of nitrogen fixation in lentil, faba bean and soybean by dual inoculation with Rhizobium and mycorrhizae. Plant and Soil. 108: 117-124
Burity H.A., M.A. Faris & B.E. Culman. 1989. Estimation of nitrogen fixation and transfer from alfalfa to associated grasses in mixed swards under field conditions. Plant and Soil. 114-249-255. Coronado P.R.E., Sánchez-Yáñez J. M., Peña- Cabriales J.J. y P. Moreno Z. 1995. Colonización de frijol (Phaseolus vulgaris L) por Rhizobium leguminosearum. TERRA 13:23-35.
Carrera, M., Sánchez-Yáñez J. M. y J. J. Peña-Cabriales. 2004. Nodulación natural en leguminosas silvestres del Estado de Nuevo León (en preparación). FAO. 1995. Manual técnico de la fijación del nitrógeno. Organización de las Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación. Roma. pp: 10-35
Galindo G. Y., Sánchez-Yáñez J.M. y F.J. Cueto. 1989. Efecto de la inoculación de Rhizobium leguminosarum var. phaseolii autóctono en frijol (Phaseolus vulgaris L) en el norte de Coahuila. II Reunión Nacional de la Fijación Biológica del Nitrógeno. Guadalajara, Jalisco (Memorias).
Kimball. 1980. Biología. Adison Wesley Iberoamericana. pp: 432-450. Long S. 1989. Rhizobium-legume nodulation: Life together in the underground. Cell. 56: 203-214. Luna O.H.A y J. M. Sánchez-Yáñez.1991. Manual de Microbiología del suelo. Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Autónoma de Nuevo León, Monterrey, N. L. pp. 113-120.
 Sánchez-Yáñez, J. M. 1997. Producción de inoculantes para leguminosas y gramíneas. Coordinación de la Investigación Científica. Instituto de Investigaciones Químico-Biológicas, Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. Proyecto 2.7. Reporte técnico. Sandowsky J., Kosslar M., Madrzak J., Golinsk B. & B. Cregan. 1995. Restriction of nodulation by Bradyrhizobium japonicum is mediated by factors present in the roots of Glycine max. Appl. Environm. Microbiol. 61: 832-836.
Sanaratne R., Amornpimol C. & G. Hardarson. 1987. Effect of combined nitrogen fixation of soybean (Glycine ma L. Marill) as affected by cultivar and Rhizobial strains. Plant and Soil. 103:45-50.
Tamez, G, P y JJ. Peña-Cabriales. 1989. Estudio sobre la simbiosis Rhizobium-jicama (Pachyrihzus erosus, Urbam) II Reunión Nacional de la Fijación Biológica de N2. Guadalajara, Jalisco (Memorias).
Thies E., Bohlool B. & W. Singleton. 1992. Environmental effects on competition for nodule ocupancy between introduced and indigenous rhizobia and among introduced starins. Can J. Microbiol. 38:493-500.
Vanderleyden J. & R. Pieternel. 1995. The Rhizobium-Plant symbiosis. Microbiol Rev. 59 : 124-142.

 Valores promedio de Nitrógeno fijado biológicamente por leguminosas en el mundo.

 Taxonomía y diversidad de bacterias simbióticas fijadoras de N2 relacionado con leguminosas.

  Dinámica de formación de un nódulo en la raíz en una leguminosa causado por Rhizobium.

1. Rhizobium libre.
2. Rhizobium atraído por el pelo radical.
3. Inicio de la infección por Rhizobium en el pelo radical.
4. Cayado del pastor (pelo radicales, infectados por Rhizobium)

5 y 6. El cordón de infección de Rhizobium invade la matriz de células corticales de la
leguminosa en la raíz.
7. Rhizobium se reproduce en células haploides de la raíz y pierde su pared celular se
sobreproduce auxina.
8. Resultado se da la hipertrofia radical y aparece el nódulo.
9. Rhizobium sin pared (Bacteroide) en las células corticales fija nitrógeno.
10. El nódulo con leghemoglobina fija N2.

Leer más: http://www.monografias.com/trabajos16/rhizobium/rhizobium.shtml#ixzz3Ff0P1egn

AUTOR:
Dr. Juan Manuel Sánchez-Yáñez Profesor Investigador Titular "C" T/C Perfil PROMEP
 Laboratorio de Microbiología Ambiental. Edif. B-3 Instituto de Investigaciones Químico Biológicas Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo Ciudad Universitaria, Morelia, Michoacán, México.
 Leer más: http://www.monografias.com/trabajos16/rhizobium/rhizobium.shtml#ixzz3FevLQsOH